Проблемы дезинфекции внутриполостных датчиков для УЗИ

Содержание:

• Методика исследования
• Стандартная процедура дезинфекции
• Взятие проб
• Выделение и амплификация ДНК
• Культивирование и идентификация бактерий и грибов
• Результаты и обсуждение

    По данным публикации в журнале ПБН 1 (PLoS One / PLOS от Public Library of Science или Публичная Библиотека Науки сокр. ПБН) за апрель 2014 - Persistence of Microbial Contamination on Transvaginal Ultrasound Probes despite Low-Level Disinfection Procedure / Устойчивость микробного загрязнения на трансвагинальных ультразвуковых датчиках, несмотря на процедуру дезинфекции низкого уровня - внешняя ссылка

    Трансвагинальное УЗИ(ТВУЗИ) обычно используется в гинекологии и акушерстве для изучения подозреваемых заболеваний и осложнений беременности, а также для продолжения рода(*ЭКО) с медицинской помощью. Трансвагинальные, как и другие внутриполостные датчики, считаются полукритическими устройствами(*см. - Рекомендации по дезинфекции эндокав... ), поскольку они не предназначены для проникновения через кожу или слизистые оболочки, а только для соприкосновения с ними. Снижая риск заражения, стерилизация этого оборудования не является ни необходимой, ни осуществимой. Чтобы свести к минимуму дальнейший риск, ультразвуковые датчики для ТВУЗИ покрывают одноразовой оболочкой после нанесения на датчик геля, обеспечивающего передачу звука. Тем не менее, покрытия датчиков могут выйти из строя, и датчики могут быть загрязнены патогенными микроорганизмами, присутствующими в секрете человека, что приводит к их внутрибольничной передаче. Таким образом, дезинфекция датчиков между пациентами необходима. Тем не менее, нет единого руководства по дезинфекции трансвагинального датчика. Органы здравоохранения, такие как Центры по контролю и профилактике заболеваний или Американский институт ультразвука в медицине, рекомендуют дезинфекцию высокого уровня (ДВУ) даже для датчиков с покрытием. Технологии ДВУ включают погружение в глутаровый альдегид, перекись водорода или перуксусную кислоту, а затем промывку и сушку. Они имеют много недостатков, таких как возможное повреждение датчика, химическое повреждение слизистой оболочки пациентов и практикующих врачей, токсическое воздействие на гаметы и эмбрионы, дефекты визуализации и увеличение времени отводимого на процедуру(*Конечно, если по некоторым методикам нужно десятки минут держать датчик в дезинфицирующем растворе, у нас на прием пациента отводится меньше времени... Вечная экономическая дилема современного общества - цена или безопасность?! И чаще всего выбор падает в сторону снижения цены за счет снижения безопасности. Таже ситуация во многих других связанных с риском для жизни отраслях, в том числе транспорте...). Как следствие, в современной практике соблюдения этого стандарта осуществляется плохо. По этой причине другие страны рекомендуют процедуру дезинфекции низкого уровня (ДНУ), основанную на протирке датчика одноразовым полотенцем (предварительно), пропитанным такими продуктами, как соединения четвертичного аммония или фенольные соединения. Хотя было опубликовано очень мало случаев или вспышек внутрибольничных инфекций, связанных с ТВУЗИ, риск перекрестной инфекции не следует сбрасывать со счетов(*Цена/Безопасность). Действительно, некоторые сообщения свидетельствуют о бактериальной и/или вирусной контаминации(*загрязнении) эндовагинальных датчиков, дезинфицированных ДНУ. Тем не менее, насколько известно авторам данной публикации, никто не исследовал загрязнение ультразвуковых эндокавитальных датчиков вирусами и бактериями, включая Chlamydia(хламидия) trachomatis и микоплазмы, вместе с грибами.

    В то время как новые технологии ДВУ для ультразвуковых датчиков, таких как газоплазменные или ультрафиолетовые C-системы(*C от англ. cure лечебные), находятся в стадии оценки соответствия рабочему процессу, вопрос о том, есть ли необходимость в проведении ДВУ между пациентами, остается. Целью данного исследования было оценить антимикробную эффективность процедуры ДНУ для трансвагинальных ультразвуковых исследований на ряде потенциально патогенных микроорганизмов в обычных условиях.

Методика исследования

    За 6-месячный период (с апреля по сентябрь 2012 года) было проведено проспективное исследование в крупном частном центре радиологии во Франции. Никакой информации о пациентах не было собрано, никакие человеческие образцы не были протестированы в этом исследовании, и наблюдаемая процедура соответствовала национальным рекомендациям. В общей сложности 300 последовательных образцов были взяты с вагинальных ультразвуковых датчиков сразу после ДНУ.

Стандартная процедура дезинфекции

    Дезинфекция датчиков выполнялась клиницистом. Датчики были покрыты медицинской одноразовой оболочкой с CE-маркировкой(*см. - внешняя ссылка ). После УЗИ покрытие датчика осторожно снималось, чтобы избежать загрязнения датчика, и был проведен визуальный осмотр для обнаружения любого повреждения покрытия датчика и любых кровяных или телесных жидкостей на датчике. Затем датчик очищали с помощью нестерильной сухой папиросной бумаги для удаления геля и дезинфицировали с использованием салфеток (Prodene, Франция), которые предварительно пропитывали водным раствором этанола, пропиленгликолем, хлоридом миристалкония, ментолом и диглюконатом хлоргексидина.

    Пробы отбирали с трех эндовагинальных ультразвуковых датчиков трех ультразвуковых аппаратов (Voluson E8, GE Healthcare, США), каждый из которых находился в отдельном кабинете. Все образцы были собраны обученным микробиологом менее чем через пять минут после дезинфекции датчиков клиницистами. Мазки собирались со всей поверхности ультразвукового датчика, используя ватные тампоны (Copan Diagnostic, Франция). Мазки немедленно помещались в транспортные средства и доставлялись в лабораторию. Задержка между взятием проб и лабораторной обработкой никогда не превышала трех часов. Первые 100 образцов были проанализированы для выявления ВПЧ(*вирус папилломы человека), следующий набор из 100 образцов для C. trachomatis и микоплазм, и последний набор из 100 образцов для бактериального и грибкового скрининга. Для ВПЧ, C. trachomatis и mycoplasmas были использованы специальные ватные тампоны и универсальная транспортная среда (UTM-RT, Copan Diagnostic, Франция), а для других микроорганизмов - eSwabs в жидкости Amies (Copan Diagnostic, Франция). С целью контроля качества образцы отбирались один раз в неделю в ультразвуковых камерах, используя чашки(*Петри) с агаром Count-Tact (BioMerieux, Франция), и из флаконов для ультразвукового геля.

Выделение и амплификация ДНК

    ДНК извлекали из образцов с использованием полуавтоматической магнитной системы NucliSENS, easyMag (BioMerieux, France) в соответствии с инструкциями производителя. ПЦР-амплификации проводили для скрининга на наличие ВПЧ, C. trachomatis и микоплазм с использованием ранее описанных условий. Все образцы, дающие ПЦР-положительный результат, были дополнительно подвергнуты обработке нуклеазой, чтобы удалить любую свободную ДНК и потенциально оставить вероятные жизнеспособные микроорганизмы перед проведением другого анализа ПЦР. Обработка нуклеазой заключалась в смешивании 900 мкл образца с 2 мкг нуклеазы S7 (Sigma, Франция) в присутствии 10 мМ CaCl2 в течение 2 ч при 37 ° С. Активность фермента была остановлена добавлением 30 мМ ЭДТА. Каждая серия включала отрицательный контроль для проверки на загрязнение во время процедуры экстракции и положительный контроль. Один тампон от каждой партии, а также партия транспортной среды была протестирована на отсутствие микробного загрязнения.

Культивирование и идентификация бактерий и грибов

    Аликвоты 100 мкл транспортной среды распределяли по ряду чашек с агаром (BioMerieux, Франция), либо селективных (специфичный агар Gardenella, агар Сабуро), либо нет (агар Мюллера-Хинтона, шоколадно-поливитекс и агар с лошадиной кровью). Затем чашки инкубировали при 37 °C в течение ночи (чашки с агаром Мюллера-Хинтона), при 30 °C в течение 2–5 дней (чашки Sabouraud) или при 37 °C в атмосфере, обогащенной 5% CO2, в течение до 48 часов (шоколадная смесь). чашки с поливитексом, кровью и гарделлой). После инкубации подсчитывали колониеобразующие единицы (КОЕ). Анализ ультразвукового геля проводили, как указано выше. Микроорганизмы, выращенные на этих чашках и на чашках с агаром Count-Tact, были идентифицированы до уровня видов, и их чувствительность к антибиотикам была определена, при возможности, обычными методами.

Результаты и обсуждение

    Результаты этого исследования показали, что, несмотря на ДНУ, ультразвуковые датчики оставались в значительной степени загрязненными клинически значимыми микроорганизмами, включая ВПЧ, C. trachomatis, микоплазмы, грамположительные и грамотрицательные бактерии. Эти результаты соответствуют результатам немногих исследований по этой теме.

    В первом подмножестве из 100 образцов, проверенных методом ПЦР на наличие ВПЧ, 13% (95% ДИ: 6–20) были положительными. Такая степень загрязнения выше, чем описано ранее. Например, Ma et al. 2013г. обнаружили, что 7,5% образцов наблюдения, взятых ежедневно с вагинальных датчиков, были положительными на ДНК ВПЧ; Интересно, что три из 14 пробных образцов, отобранных у колонизированных ВПЧ пациентов, были загрязнены ДНК ВПЧ. Casalegno et al. 2012г. сообщили о 3,5% зараженных ВПЧ эндовагинальных датчиков, в том числе 3% по крайней мере для одного типа высокого риска(ВР); кроме того, они обнаружили ВПЧ в 2,7% образцов взятых перед обследованием, включая 1,9% ВПЧ-ВР, и, по-видимому, тот же ВПЧ-ВР сохранялся на эндовагинальном датчике, несмотря на три процедуры дезинфекции. В обоих исследованиях эндовагинальные датчики использовались с аналогичными покрытиями датчиков и процедурой ДНУ (салфетки, пропитанные соединениями четвертичного аммония), как и в данном исследовании. ДНК ВПЧ была обнаружена с помощью ПЦР, охватывающей более 40 типов слизистой ВПЧ, или с помощью набора микрочипов, обнаруживающего 35 генотипов ВПЧ, тогда как методология, использованная в настоящем исследовании, была сфокусирована на 22 генотипах слизистой ВПЧ. Таким образом, более низкие показатели контаминации ВПЧ на дезинфицированные эндовагинальные датчики, обнаруженные в литературе, могут быть связаны с различиями в изученной популяции, гигиенической практике или, как предполагают некоторые авторы, с использованием сухих тампонов, приводящих к потере чувствительности. В более раннем исследовании Amis et al. 2000г. указали, что ни один образцов с ТВУЗИ датчиков покрытых презервативами, вытертыми сухой тканью, а затем полотенцем из 70% изопропилового спирта, не дал положительного результата на герпесвирус, но было исследовано только несколько датчиков (n = 26), и алкоголь, как известно, сокращает срок службы датчиков. Недавно Kac et al. 2010г. сообщили о 1,5% вирусного заражения (вирус Эпштейна-Барр, цитомегаловирус человека и ВПЧ) на эндовагинальных / трансректальных датчиках после снятия покрытий. После ДВУ с использованием как дезинфекции полотенцем, пропитанным дезинфицирующим средством, так и 5-минутного цикла в ультрафиолетовой C-камере вирусный геном не был обнаружен.

    Во втором подмножестве из 100 образцов, проверенных с помощью ПЦР на наличие C. trachomatis и микоплазм, 20% (95% ДИ: 12–28) и 8% (95% ДИ: 3–13) были положительными, соответственно. Насколько известно, ни одно из предыдущих исследований не исследовало присутствие этих организмов на ультразвуковых датчиках. Праймеры, используемые для обнаружения C. trachomatis, амплифицируют загадочную плазмиду размером 7,5 кб, присутствующую во всех серотипах; Таким образом, ложноотрицательные реакции должны встречаться только с исключительными штаммами, несущими частично удаленную плазмиду или вообще не имеющую плазмиду. ПЦР-амплификация, используемая для выявления миоплазмой мишеневых 16S рРНК-последовательностей, которые специфичны для каждого рода и реагируют со всеми представителями родов Микоплазма (включая Mycoplasma genitalium и Mycoplasma hominis), Уреаплазма (в частности Ureaplasma urealyticum), Спироплазма (Spiroplasma) и Ахолеплазма (Acholeplasma).

    ВПЧ не может размножаться в тканевой культуре, и C. trachomatis и микоплазмы трудно культивировать. Следовательно, точное обнаружение этих микроорганизмов в образцах пациентов основывается на методах молекулярной биологии, таких как ПЦР-амплификации, которые являются наиболее чувствительными и специфичными тестами. Однако обнаружение ДНК не обязательно указывает на наличие жизнеспособных и инфекционных микроорганизмов. В попытке отобрать инфекционные вирусные частицы или бактерии, положительные образцы были подвергнуты второй ПЦР-амплификации после обработки ДНКазой. Процент положительных образцов снизился в два раза для ВПЧ (7%; 95% ДИ: 2–12) и микоплазм (4%; 95% ДИ: 0–8). Уменьшение в 10 раз для C. trachomatis (2%, 95% CIX-X) может отражать как его высокую распространенность в женских половых путях [20], так и его ограниченную выживаемость в окружающей среде и / или низкую устойчивость к дезинфицирующим средствам.

    ВПЧ является наиболее распространенным вирусом, передаваемым половым путем, и в настоящее время признан основной этиологической причиной инвазивного рака шейки матки. C. trachomatis является первым возбудителем заболеваний, передаваемых половым путем, и вызывает у женщин цервицит, воспалительные заболевания органов малого таза и их последствия, то есть бесплодие, внематочную беременность и хроническую боль в области малого таза [20]. «Половые микоплазмы» часто выделяются из половых путей. M. genitalium все чаще идентифицируется как возбудитель воспалительных заболеваний органов малого таза; M. hominis и U. urealyticum могут вызывать различные инфекции мочеполовой системы. Перинатальная передача от матери к ребенку была продемонстрирована для ВПЧ и С. trachomatis, причем последний отвечает за неонатальный конъюнктивит и пневмонию. Генитальные микоплазмы участвуют в ряде неблагоприятных исходов беременности. Учитывая клиническое воздействие этих патогенов, их отсутствие было бы желательным.

    В третьей подгруппе из 100 образцов, отобранных для скрининга на бактериальное / грибковое загрязнение, не было обнаружено ни одного из агентов, конкретно ответственных за заболевания, передаваемые половым путем, таких как Neisseria gonorrhoeae(*гонококк/гонорея), или за вагиноз / вагинит, такой как Gardnerella vaginalis(*гарднереллез) и Candida albicans(*кандидоз). Кроме того, отсутствовали организмы, потенциально вредные для новорожденных, такие как стрептококки группы B или кишечная палочка. Amis et al. 2000г и Sykes et al. 2006г. не оценивали наличие C. albicans. Kac et al. 2010г. исследовали грибы и не обнаружили каких-либо эндовагинальных / трансректальных датчиков после удаления покрытий датчиков. Никто из них не искал гонококк или гарднереллу. Хотя все патогенные организмы, которые могут передаваться с помощью эндовагинального УЗИ, не были исследованы, исследование охватило наиболее репрезентативные.

    Напротив, 86% (95% ДИ: 79–93) образцов этого исследования были загрязнены комменсальной и / или окружающей бактериальной флорой, иногда в смешанной культуре. Флора кожи, включая коагулазонегативные стафилококки (73%), Micrococcus sp. (20%), чувствительный к метициллину Staphylococcus aureus (4%), стрептококки viridans (2%) и Corynebacterium sp. (1%) был обнаружен преимущественно и часто в больших количествах (10-> 3000 КОЕ/датчик). Экологическая флора (Pseudomonas stutzeri, Shewanella putrefaciens и Aeromonas sp. 2%; Pseudomonas aeruginosa, Acinetobacter baumannii, Flavobacterium oryzihabitans и Comamonas acidovorans, 1%) была менее представлена ??и в меньших количествах (10-90 КОЕ/датчик). Трудно сказать, какие из них являются «патогенными бактериями». Действительно, как предполагают Koibuchi et al. 2013г., даже коагулазонегативные стафилококки и Corynebacterium spp. как некоторые виды Bacillus может вызвать критические инфекционные заболевания у пациентов с иммунодефицитом. S. aureus, часть микробиоты кожи, является одной из основных причин внутрибольничных и общественных инфекций, которые могут иметь серьезные последствия, а устойчивые к метициллину штаммы создают терапевтические проблемы. Энтеробактерии, которые являются доминирующей аэробной флорой пищеварительного тракта, также могут встречаться. Так, сообщалось о вспышках, вызванных S. aureus и Klebsiella pneumoniae продуцирующими SHV-5, после эндовагинального УЗИ. Экологическая флора, в основном состоящая из неферментативных грамотрицательных бактерий, ответственна за внутрибольничные инфекции у ослабленных пациентов. Вспышки, вызванные P. aeruginosa, Burkholderia cepacia, Achromobacter xylosoxidans [30] и в последнее время бактериями с множественной лекарственной устойчивостью [31], все чаще ассоциируются с трансректальным УЗИ. Эти данные указывают на то, что полное рассмотрение бактериального загрязнения эндоскопических ультразвуковых датчиков имеет важное значение. Sykes et al. 2006г. в тех же условиях, что и в этом исследовании, наблюдали, что в 83,3% образцов с трансвагинального ультразвукового оборудования выявлялся рост организмов с кожи и окружающей среды, а в 6,7% «потенциальных патогенов», одним из которых был S. aureus.(*золотистый стафилококк), Amis et al. нашли только один из 46 трансвагинальных датчиков, положительных на бактерии (Acinetobacter spp.) С использованием салфеток с изопропиловым спиртом. Kac et al. сообщили о 3,4% загрязнения патогенными бактериями эндовагинальных / трансректальных датчиков, которые исчезли после ДВУ.

    Механизм, по которому происходит загрязнение датчика, неясен. Что касается специфически генитальных патогенов (ВПЧ, С. trachomatis, микоплазма), может возникнуть случайное повреждение покрытия датчика до / во время исследования или попадание крови или секрета на не покрытый участок датчика. В данном исследовании ни повреждение покрытия, ни присутствие крови или других биологических жидкостей на датчике после снятия покрытия не были обнаружены визуальным осмотром. Однако нельзя исключать возможность загрязнения из-за повреждения покрытия на микроскопическом уровне. Центры по контролю и профилактике заболеваний и Американский институт ультразвука в медицине рекомендуют использовать презервативы, а не специальные покрытия для датчиков, потому что они менее подвержены перфорации (1–9% и до 81% в одном исследовании). Тем не менее, покрытия с маркировкой CE предпочтительны на том основании, что презервативы не приспособлены для всех типов датчиков и могут иметь меньший охват датчика. В исследовании Kac et al. оба типа покрытий показали себя аналогично. В этом исследовании, учитывая высокую частоту и уровень бактерий кожи, не следует исключать ручное загрязнение датчиков, хотя были приняты необходимые меры предосторожности (например, обученный персонал, использование перчаток ...). В качестве альтернативы, в данном крупном городском центре радиологии, где используется ультразвук высокой частоты, датчик мог быть либо непоследовательно очищен и дезинфицирован, либо спорадически загрязнен после процедуры ДНУ окружающей средой, либо перчатками, ранее контактировавшими с наружными гениталиями(*Перчатки тоже нужно менять и после того, как их надели не хвататься за всё что попало, из серии - "Одну минутку я отвечу на мобильный!" и руки нужно мыть...). Образцы, взятые из кабинетов УЗИ и ультразвукового геля, не показали значительного микробного загрязнения.

    В заключение, это исследование демонстрирует, что большая доля эндовагинальных ультразвуковых датчиков остается загрязненной, несмотря на использование медицинских приспособлений для зондов и традиционной процедуры ДНУ. Следовательно, обсуждаемое оборудование фактически может представлять собой потенциальное транспортное средство для перекрестной передачи инфекций. Насколько это известно, нет данных о том, сколько из этих возбудителей должно быть передано, чтобы вызвать инфекцию. Тем не менее, в целях предотвращения риска перекрестного загрязнения; рекомендуется пересмотреть процедуру эндовагинальной ультразвуковой дезинфекции. Требуются дополнительные исследования с использованием покрытий датчиков других марок, дезинфекции полотенец или новых дезактивирующих подходов.

    *комментарии редактора